Sandhoff 병(SD)은 HEXA/HEXB 유전자 결함으로 인해 발생하며, 이는 Hex 효소 결핍과 리소좀 내 GM2 강글리오시드 축적을 초래한다. 기존 연구는 주로 뇌내 또는 뇌척수액 경로로 AAV를 전달했으나 침습성이 높았다. 본 연구는 정맥 주사 이중 시스트론 AAV9 벡터로 전환하여 증상 발현 전(약 1개월령) SD 고양이 모델을 치료했다. 핵심 모순은 정맥 전달이 혈뇌장벽을 통과해야 하며, 두 아단위 동시 발현 효율을 보장하기 어렵다는 점이다.
이중 시스트론 설계: 단일 벡터의 필요성
연구는 단일 AAV9 벡터를 사용했으며, 중앙에 CMV 인핸서를 두고 양측에 역방향으로 배열된 닭 β-actin 프로모터가 각각 Hex α 및 β 아단위 cDNA를 구동한다. 이 설계의 공정 논리는 명확하다. 두 개의 독립 벡터를 사용할 경우, 정맥 주사 후 혈류 희석으로 동일 세포가 두 벡터에 의해 동시 형질도입될 확률이 극히 낮다. 반면 GM2를 분해하는 유일한 활성 형태는 HexA(αβ)이므로 두 아단위가 반드시 동일 세포에서 발현되어야 한다.
저용량(5×10¹³ vg/kg)은 생존 기간을 4.3개월에서 8.3개월로 연장했고, 고용량(2×10¹⁴ vg/kg)은 12.4개월에 도달했다. 고용량군에서는 전신 진전이 나타나지 않았으나, 저용량군에서는 4마리 중 3마리가 6.8개월까지 지연되어 나타났다.
조직 분포와 발현 효율의 공정 모순
벡터 분포 데이터에 따르면 뇌피질 농도가 가장 높았고(0.050–9.658 vg/이배체 게놈), 소뇌, 뇌간 및 척수는 더 낮았다. 그러나 간의 벡터 카피 수가 가장 높았음에도 HexA 활성은 정상의 0.09배를 초과하지 않았다. "비활성/벡터 게놈" 비율을 계산한 결과, 뇌, 척수, 골격근 및 심장의 비율은 간의 23.0–139.8배였다.
이 차이는 공정 측면의 핵심 문제를 지적한다. 벡터 게놈 풍부도가 기능 단백질 산출과 같지 않다는 것이다. 저자들은 이 벡터에 WPRE 요소가 결여되어 있으며, WPRE는 간에서 발현을 최대 5.8배 향상시킬 수 있다고 지적했다. 또한 고양이 간은 특정 AAV 설계의 발현에 본래 불리할 수 있다. 공정 개발 측면에서 조직 특이적 프로모터나 발현 증강 요소의 선택은 단위 벡터의 치료 효능 산출에 직접 영향을 미친다.
단기 교정과 장기 감쇠
16주 시점에서 고용량군의 GFAP 염색, Iba1 형태 및 Olig2 양성 세포 수는 모두 정상에 근접했다. 그러나 장기 추적(인도적 종료점까지)에서 성상교세포와 미세아교세포 형태는 다시 미치료군에 근접했고, 염증은 일시적으로만 역전되었다.
동시에 벡터 카피 수는 단기에서 장기군으로 갈수록 거의 모든 CNS 구역에서 감소했으며, 이는 형질도입 세포의 분열 소실 또는 면역 반응과 관련될 수 있다. 모든 치료 고양이에서 AAV9 항체 역가(1:1000–1:256,000)가 생성되었으며, 이는 재투여가 무효하거나 심지어 위험할 수 있음을 의미한다.
AAV 제조 및 정제 공정에 대한 시사점
본 연구의 용량 의존 효과는 명확하지만, 고용량군에서도 모든 지표가 완전히 정상화되지는 않았다. 공정 관점에서 몇 가지 문제가 주목할 만하다. 첫째, 간의 높은 섭취에도 낮은 발현은 벡터가 비표적 조직에 분포하여 유효 용량을 잠식할 수 있음을 시사한다. 둘째, 장기 발현 감쇠와 벡터 게놈 소실은 벡터 순도, 빈 캡시드 비율 및 형질도입 효율의 균형과 관련된다. 셋째, 항체 생성은 반복 투여를 제한하므로 단회 투여 시 벡터 품질을 가능한 한 높여야 한다.
정제 공정에서 빈 캡시드 비율을 낮추고 완전한 게놈 패키징 효율을 높이는 방법은 단위 vg의 기능 산출과 직접 관련된다. 조직 분포와 발현 효율의 해리 현상은 공정 평가가 벡터 카피 수만 볼 것이 아니라 기능 단백질 활성과 결합해야 함을 시사한다.
하나의 열린 질문: 정맥 전달된 벡터가 간에 대량 축적되지만 발현되지 않을 때, 공정 측면에서 조직 표적성을 우선 최적화해야 하는가, 아니면 단일 세포 형질도입 효율을 높여야 하는가?
